一种大鼠亚低温动物模型的制备方法

摘要

本发明涉及一种大鼠亚低温动物模型的制备方法，包括以下步骤：将大鼠放入通风鼠笼，置于4℃低温环境中，冰袋置于鼠笼外辅助降温，目标温度33±0.5℃，持续监测大鼠肛温的变化；当肛温低于最低限32.5℃时将冰袋移走或将大鼠连同鼠笼放回室温，当肛温高于最高限33.5℃时再将鼠笼移到4℃低温环境中，冰袋辅助降温。本发明还提供一种大鼠亚低温动物模型及其应用。本发明优点在于：迅速达到目标温度；体温波动小；大鼠皮肤冻伤减少；血糖控制在正常范围内。

说明书

技术领域

本发明涉及动物模型领域，具体地说，是一种快速有效大鼠亚低温动物模型的制备方法。

背景技术

亚低温作为一种神经保护疗法已有一个半多世纪的历史。国际上将低温划分为轻度低温 (mild hypothermia):33～36℃;中度低温 (moderate hypothermia):28～32℃;深度低温 (deep hypothermia): 20～27℃;超深低温 (profound hypothermia): 19℃以下 ；极深度低温（ultra profound hypothermia）：<5℃。前二者被称为亚低温。

应用啮齿类动物研究亚低温疗法的动物实验很多，总结分析该类实验中亚低温实施、维持、温度检测的方法如下：

1）将动物置于4摄氏度低温环境下。单独利用4摄氏度低温环境可以诱导大鼠亚低温，但所需时间长，动物在缓慢降温过程更易产生寒战等副作用，影响降温效果的同时削弱了亚低温的神经保护作用。

2）动物冷水浸浴。动物冷水（29摄氏度）浸浴，实施方便，但不利于持续温度检测及保持手术大鼠干燥。

3）冰袋直接接触降温、喷洒酒精、风扇辅助降温。冰袋直接接触降温虽然可以较快降低动物体温，但容易造成动物皮肤冻伤，且温度不易控制。喷洒酒精、风扇辅助降温温度也较难控制。

4）输注冷的自体动脉血。输注冷的自体动脉血需要特殊设备、有创操作，并发症多、价格昂贵，不利于动物实验开展。

5）麻醉药物协助降温。麻醉药物本身是否对脑梗死大鼠有保护作用上存在争议，因此麻醉药物协助降温对动物实验结果产生干扰，且影响神经行为学评估的进行。

发明内容

本发明的目的是针对现有技术中的不足，提供一种大鼠亚低温动物模型的制备方法。

本发明的再一的目的是，提供一种大鼠亚低温动物模型。

本发明的另一的目的是，提供一种大鼠亚低温动物模型的应用。

为实现上述目的，本发明采取的技术方案是：一种大鼠亚低温动物模型的制备方法，包括以下步骤：将大鼠放入通风鼠笼，置于4℃低温环境中，冰袋置于鼠笼外辅助降温，目标温度33±0.5℃，持续监测大鼠肛温的变化；当肛温低于最低限32.5℃时将冰袋移走或将大鼠连同鼠笼放回室温，当肛温高于最高限33.5℃时再将鼠笼移到4℃低温环境中，冰袋辅助降温。

所述的制备方法中持续监测血糖，大鼠禁食禁水，灌胃液灌胃维持血糖。

所述的大鼠术前24小时禁食，不禁水，术前12小时给予灌胃3ml×1次；术后6h、12h、18h、24h、30h分别灌胃3ml-4ml×1次。

所述的灌胃液分为A液和B液，所述的A液每1000ml含有葡萄糖222g和10ml 10%浓NaCl，所述的B液为A液用ddH₂O以1：2的比例稀释。

如果大鼠在未来6h内是常温状态下则用2mlA +1mlB；如果大鼠在未来6h内是在低温状态下则用1mlA +2mlB，并根据血糖情况浓度加减。

为实现上述第二个目的，本发明采取的技术方案是：一种大鼠亚低温动物模型，所述的动物模型采用以上所述的方法制备得到。

为实现上述第三个目的，本发明采取的技术方案是：所述的动物模型在亚低温动物实验中的应用。

本发明优点在于：

1、迅速达到目标温度（33±0.5℃）；

2、体温波动小；

3、大鼠皮肤冻伤减少；

4、血糖控制在正常范围内。

附图说明

图1. 四组大鼠体温检测结果。

具体实施方式

下面结合附图对本发明提供的具体实施方式作详细说明。

实施例1

一、实验方法

35只试验大鼠分为亚低温组与常温组，前者根据亚低温给与时间点不同分为2h亚低温组、6h亚低温组。所有大鼠在给予低温或者常温干预前均行手术（动物试验需要）。

1、亚低温实施

将待实施亚低温的大鼠置于4℃的通风环境中，冰袋辅助降温。自制通风鼠笼可以避免大鼠皮肤与冰袋的直接接触，避免冻伤。在规定时间点2h 或6h 将亚低温组大鼠放入鼠笼，置于4℃低温环境中，冰袋置于鼠笼外辅助降温，目标温度33±0.5℃，持续观测大鼠肛温的变化。当肛温低于设定的最低限32.5℃时可将冰袋移走或将大鼠连同鼠笼放回室温（25-26℃），当肛温高于设定的最高限33.5℃时再将鼠笼移到4℃低温环境中，冰袋辅助降温。所有大鼠均在30min内达到目标温度。

2、体温监测

采用恒方牌电子温度计(ST-2)监测大鼠直肠温度，在电子温度计的探头上涂抹石蜡油，然后将探头插入大鼠肛内，深度约5cm。持续监测大鼠体温约36小时。

3、大鼠能量补充

低温环境下大鼠摄食活动减少，为保证大鼠能量供应以及尽量减少除试验处理因素以外各组内组间个体差异，大鼠禁食、禁水。根据大鼠日需水量，需能量，需电解质量以及低温环境下大鼠新陈代谢减低的特殊情况，结合正式实验前的实践和课题组前期经验，配置大鼠专用灌胃液。所有能量、水，和电解质的需求经自制灌胃液补充。补液配制方法和补液时间补液量如下所示：

补液配置方法：

A液：222g葡萄糖 + 10ml 10%浓NaCl+800mlddH₂O定容至1000ml，高压消毒。

B液：A液用ddH₂O以1：2的比例稀释。

补液的时间和用量：

试验大鼠术前：术前24小时禁食；不禁水；术前12小时给予灌胃3ml×1次

试验大鼠术后：术后6h；12h；18h；24h；30h分别灌胃3ml-4ml×1次

如果大鼠在未来6h内是常温状态下则用2mlA +1mlB；如果大鼠在未来6h内是在低温状态下则用1mlA +2mlB。并根据血糖情况浓度，灵活加减。

4、血糖监测方法

大鼠在术前测量尾静脉血糖一次。术后6h以及灌胃前各测一次，以后每12h 测量一次，每次测量血糖均在灌胃之前，共测量4次。在自发性高血压大鼠接近尾尖处常规酒精消毒，针刺尾静脉后出血，应用随手测型（OneTouch®Horizon™）血糖仪测量血糖，按照操作说明书进行操作。

二、实验结果

1、大鼠体温

35只大鼠分为四组：2h亚低温组，6h亚低温组，常温1组；常温2组。测量体温结果如下：

1）亚低温组大鼠（2h亚低温组、6h亚低温组）均在规定的时间点（术后2h、术后6h）给予亚低温，在30min内肛温降低至目标值（33±0.5℃），并能维持至术后36小时。常温组大鼠体温维持在37℃左右。温度检测如图1示：

2）整个试验过程中可见，大鼠体温波动小，亚低温控制良好，维持时间足够长（术后36小时）

2、大鼠血糖

为了保持低温组与常温组大鼠可比性，术后灌胃维持血糖。表1是血糖监测结果。四组大鼠各个时间点血糖差别没有统计学意义。

表1各组大鼠血糖测量统计后的结果

2h低温组6h低温组常温组假手术组术前血糖(mmol/L)6.83±1.815.70±2.877.60±2.666.68±1.63术后6h血糖(mmol/L)7.30±2.207.85±2.527.85±2.776.22±1.69术后18h血糖(mmol/L)6.00±0.915.25±1.486.25±0.666.13±0.88术后30h血糖(mmol/L)7.63±1.766.18±1.426.68±2.097.58±1.60

3、亚低温并发症

亚低温组大鼠达到目标温度的时间短，未见明显寒战、出血、无明显冻伤及猝死。

大鼠制备永久性大脑中动脉闭塞术后，通过本发明的方法制备亚低温治疗模型，可维持在目标温度较长时间，同时保持禁食大鼠术后血糖控制在正常范围内。

以上所述仅是本发明的优选实施方式，应当指出，对于本技术领域的普通技术人员，在不脱离本发明方法的前提下，还可以做出若干改进和补充，这些改进和补充也应视为本发明的保护范围。